NDLR Même si un des auteurs travaille dans le département R&D d’une société dont les produits sont développés spécifiquement pour la  lutte contre le biofilm, le comité de rédaction estime que cet article a été écrit dans un esprit tout à fait scientifique

Introduction   

Dans un rapport récent de l’ECRI Institute (un organisme d’avis américain indépendant et sans but lucratif) estimant les dix risques les plus graves pour la santé qui sont liés aux technologies utilisées en médecine, le retraitement (lavage, désinfection) des endoscopes après usage arrive en deuxième position¹. C’est un avis qui peut surprendre mais il fait bien écho à plusieurs publications récentes décrivant des épidémies d’infections sévères transmises par des endoscopes ^2–4. Et l’usage croissant de ce type d’instrument en médecine, dans bon nombre de disciplines (gastro-entérologie, urologie, pneumologie, ORL…), n’est pas étrangère à ce message d’alerte.

La difficulté de bien laver et décontaminer un endoscope après usage tient essentiellement à leur miniaturisation de plus en plus poussée avec des canaux de plus en plus étroits par lesquels transitent inévitablement, durant l’examen, des liquides biologiques qui forment, à l’intérieur de ces canaux des biofilms.

La notion de biofilm est apparue en médecine dans les dernières décennies du vingtième siècle en relation principalement avec les infections constatées chez les patients ayant reçu un implant chirurgical. Les infections sur implant sont insidieuses, lentes à s’installer mais surtout extrêmement difficiles, voire impossibles à traiter par voie médicamenteuse ; elles induisent dans la majorité des cas une réintervention.

Peu à peu la notion de biofilm s’est étendue à d’autres sphères dans le domaine médical (comme la plaque dentaire ou les infections pulmonaires du patient atteint de mucoviscidose). Mais c’est surtout le concept général de biofilm comme moyen principal de persistance des microorganismes dans la nature qui a été établi durant les quinze dernières années.

Nous allons ici successivement 1) décrire ce qu’est un biofilm 2) identifier les problèmes qu’il peut poser en médecine et 3) évaluer les principales approches permettant de lutter contre lui. 

Le biofilm – Définition et processus de développement

Dans la nature, environ 90 % des bactéries adoptent un mode de vie en biofilm ⁵. Les biofilms sont des communautés de microorganismes, composées de bactéries et/ou moisissures de diverses espèces, se développant sur des surfaces. La croissance d’un biofilm est un processus qui comporte 4 étapes clés ⁶.

1. Phase d’adhésion.

Dans la nature, tout liquide en contact avec une surface inerte (un galet dans la rivière comme l’émail dentaire dans la bouche…) va entraîner le dépôt à la surface du corps de molécules ou de micro-organismes qu’il contient. C’est un simple phénomène d’adsorption guidé principalement par les propriétés d’hydrophobicité. Les forces qui agissent sont faibles et le phénomène est réversible à ce stade (voir Figure 1 A).

Les molécules adsorbées à la surface (en particulier les protéines) peuvent cependant présenter des structures qui peuvent devenir des cibles spécifiques de fixation pour certaines bactéries (pas toutes) qui possèdent des adhésines de surfaces. Une fois la fixation de ces adhésines sur leur cible établie le lien devient beaucoup plus stable. On sait par exemple que les nombreuses molécules du sang et des sérosités (fibrinogène, fibronectine, vitronectine, etc…) qui se déposent, dès le temps opératoire, sur un implant qu’un chirurgien est en train de placer, présentent des épitopes reconnus de façon privilégiée par les staphylocoques qui possède, par exemple, une protéine de surface SdrG capable d’établir des liens covalents forts avec le fibrinogène ⁷. La force entre SdrG et le fibrinogène est particulièrement intense, 40 fois supérieure à une interaction hydrophobe classique (2 nN versus 50 pN) ⁸. Un lien direct entre l’abondance de SdrG à la surface de S. epidermidis et la capacité des souches de cette espèce à adhérer sur des surfaces recouvertes de fibrinogène a pu être démontré ⁹.  La nature physico-chimique et la topographie de la surface rencontrée par les micro-organismes jouent donc un rôle clé dans l’adhérence finale de ces derniers. En particulier, les surfaces microstructurées ou présentant des défauts structurels permettent un meilleur ancrage des bactéries car l’aire d’interaction est plus élevée et les micro-organismes sont protégés contre les forces de cisaillement du liquide ^10,11.

2. Multiplication et construction de la matrice du biofilm.

Dès que les conditions environnementales le permettent (température, humidité, éléments nutritifs…) les bactéries se multiplient et forment des micro-colonies (voir Figure 1 B) ¹². Un avantage majeur est conféré alors aux bactéries qui ont la propriété d’excréter une matrice protectrice composée de divers polymères extracellulaires (EPS). Cette dernière comprend notamment surtout des polysaccharides mais aussi des protéines, de l’ADN et des lipides. La matrice d’EPS devient alors un composant clé des micro-colonies ¹³. En effet, son rôle lors de la phase d’accumulation du biofilm est d’assurer la cohésion entre les bactéries qui forment les micro-colonies et de les protéger contre les menaces de l’environnement extérieur, comme, par exemple, les antibiotiques ¹⁴ ou les désinfectants ¹⁵. 

3. Maturation. 

La troisième phase, la maturation (voir Figure 1 C), est enclenchée lorsque les micro-colonies atteignent une quantité de biomasse qui génère une hétérogénéité importante au sein du biofilm ¹⁶. En effet, la matrice d’EPS limite la diffusion des nutriments et des déchets métaboliques ainsi que la circulation des gaz dans le biofilm (notamment de l’oxygène et l’oxyde nitrique) ¹⁷, créant ainsi une multitude de micro-environnements à l’intérieur du biofilm. Les bactéries réagissent à ces conditions changeantes en adaptant leur métabolisme, par exemple, en passant de la respiration à la fermentation en cas de limitation d’oxygène ¹⁸. C’est dans ces conditions hétérogènes que se développent les bactéries dites « persistantes » qui affichent une tolérance très élevée aux désinfectants et antibiotiques.

4. Dispersion.

Enfin, à partir d’un certain stade de maturité, le biofilm entre dans une phase de dispersion ¹⁹. Les micro-organismes qui composent le biofilm mature sont continuellement relâchés vers l’environnement extérieur (voir Figure 1 D). Ce processus est déclenché de manière contrôlée par l’excrétion d’enzymes ou de peptides capables de déstabiliser la matrice d’EPS ²⁰. Les bactéries sont ainsi libérées de la structure du biofilm pour coloniser une nouvelle niche écologique, sur une autre surface favorable à la complétion d’un nouveau cycle de vie sous la forme d’un biofilm ^21,22. 

Figure 1 – Les quatre stades de développement du biofilm, représentés de gauche à droite.

La matrice d’EPS est présentée en vert, les bactéries en orange. A – Adhésion de bactéries planctoniques, d’abord de manière réversible, puis irréversible. B – Accumulation de biomasse pour former des microcolonies. C – Maturation du biofilm. La structure prend sa forme 3-D complexe et les hétérogénéités apparaissent au sein du biofilm. D – Dispersion, le biofilm relâche, de manière partiellement contrôlée, des bactéries dans l’environnement. Ces dernières peuvent recoloniser de nouvelles surfaces pour recommencer un cycle.

Les multiples rôles de la matrice d’EPS

La composition de la matrice d’EPS peut varier grandement en fonction des espèces qui composent le biofilm. Dans les biofilms de S. epidermidis, le polymère dominant est souvent le poly-N-acétylglucosamine (PNAG) ²³ mais certaines souches incapables de produire le PNAG contrebalancent par une surexpression des protéines extracellulaires ^24,25. Pour Pseudomonas aeruginosa, la matrice contient une majorité de polysaccharides de type alginate, les polymères Pel et Psl ²⁶. L’ADN extracellulaire, aussi surnommé ADNe, est également un élément important de la matrice des biofilms, notamment chez Bacillus cereus ²⁷. Les longues chaînes de nucléotides jouent un rôle de ciment du biofilm ²⁸.  L’interaction des divers EPS à travers divers types de forces (Van der Waals, électrostatique et ponts hydrogènes), apporte des propriétés cohésives qui maintiennent les bactéries au sein du biofilm, connectées les unes aux autres. Cette fonction est primordiale pour maintenir l’intégrité du biofilm et faire face à des forces extérieures qui pourraient compromettre la pérennité d’un biofilm sur la surface qu’il a colonisée ¹³. 

Au-delà de ce simple rôle mécanique de cohésion, la matrice du biofilm représente un réservoir de nutriments et, de par sa nature hygroscopique, elle permet de conserver l’eau nécessaire à la croissance bactérienne ¹³. Les biofilms sont un mode de vie souvent adopté par les bactéries dans des situations stressantes comme une forme de protection. La capacité de la matrice du biofilm à adsorber et retenir les substances nutritives et l’eau permet aux bactéries dans un biofilm de continuer à croître lorsque les conditions sont moins favorables. La matrice joue également un rôle de barrière protectrice pour les bactéries du biofilm. En effet, les EPS forment un réseau dense de polymères qui limite fortement la pénétration des prédateurs (macrophages, protozoaires, virus) dans le biofilm et par conséquent protège les bactéries qui y résident ²¹. Enfin, elle favorise les mécanismes de communication entre les bactéries, un phénomène appelé quorum sensing. Ce système se base sur la détection de peptides signaux émis par les bactéries elles-mêmes pour reconnaître leurs pairs et réguler leur comportement en fonction de la densité de leur population ²⁹. Dans le cas du biofilm, la population bactérienne est dense et la matrice piège les peptides signaux dans des espaces confinés. En conséquence, les seuils de ces molécules signal, par exemple des peptides cycliques ou des homosérines lactones, sont plus rapidement atteints. Par ce biais, les bactéries sont capables de coopérer et de s’organiser pour réagir face aux changements dans leur environnement ³⁰.  

Les biofilms et le transfert horizontal de gènes (THG)

La proximité des micro-organismes et la stabilité de l’environnement au sein des biofilms favorisent les échanges génétiques ³¹. A cet égard, les microorganismes commensaux (non pathogènes) et pathogènes peuvent s’échanger du contenu génétique par plusieurs moyens : l’échange direct de matériel génétique (conjugaison), l’absorption de matériel génétique externe (transformation) ou la modification de l’ADN par infection d’un virus (transduction). 

Ces échanges génétiques deviennent critiques lorsqu’ils concernent les gènes de résistance aux antibiotiques (par exemple la résistance aux carbapénèmes ³² ou à la vancomycine ³³) ou encore de gènes qui codent pour des facteurs de virulence. Dans ce cas, le biofilm devient un véritable forum d’échange dans lequel les bactéries augmentent leur potentiel de persistance et de pathogénicité.   

Les biofilms dans le milieu médical

La préoccupation principale des hôpitaux en regard des biofilms est directement liée à leur implication dans diverses pathologies infectieuses. Depuis les travaux pionniers de William Costerton dans les années 1980, une littérature abondante documente la problématique des infections à biofilms ^34–37. Plusieurs catégories sont fréquemment mentionnées. Dans la première catégorie, on retrouve les infections sur la partie du corps du patient ayant subi un acte de chirurgie invasive ³⁸. Une contamination provenant de l’air, d’un contact avec une partie corporelle d’un membre du staff médical ou encore par un dispositif médical n’ayant pas subi une stérilisation ou désinfection adéquate. Ensuite, deux catégories d’infections causées par des biofilms sont intimement liées aux implants, il s’agit des infections sur les cathéters de veine centrale et sur les cathéters urinaires ³⁹. La résistance des biofilms aux traitements antibiotiques complexifie le traitement des patients souffrant de telles affections ⁴⁰. Il est fréquent de devoir procéder au retrait du dispositif infecté. De manière plus générale, tout matériel implanté est susceptible de servir de base pour le développement d’un biofilm si les conditions d’hygiène lors de l’opération ne sont pas optimales.

Les biofilms, une source d’infection nosocomiale ?

Si l’implication directe des biofilms dans de nombreux processus infectieux n’est plus à démontrer, leur impact indirect sur la transmission de germes pathogènes reste largement sous-estimé. L’environnement hospitalier n’échappe cependant pas à la colonisation par des biofilms bactériens qui représentent des réservoirs idéaux pour les micro-organismes. Ces réservoirs s’intègrent dans un cycle de contamination ⁴¹ qui inclut les patients, les agents causaux (micro-organismes) et des vecteurs tels que l’air, l’eau ⁴², le staff médical, les insectes ⁴³, ou les dispositifs médicaux ⁴⁴. 

Plusieurs études rapportent la présence de biofilms sur des surfaces dans les hôpitaux. Une étude réalisée dans une unité de soins intensifs d’un hôpital australien a révélé la présence de souches de Staphylcoccus aureus résistant à la méthicilline (MRSA) et d’Entérocoques résistant à la vancomycine (VRE) sous la forme de biofilms après nettoyage. En particulier, les parois de seaux supposément stériles, le tissu de tenture ou encore la surface d’une porte en plastique ont été testées positives ⁴⁵. Le cas d’Acinetobacter baumannii est également interpellant. En effet, de nombreuses sources rapportent que la fréquence des infections causées par cette espèce est en augmentation, probablement à cause de la persistance accrue de ce pathogène sur les surfaces inertes ^46–48. Par ailleurs, A. baumannii est capable de se développer sous la forme de biofilms sur divers types de surfaces inertes (verre, acier inoxydable, et plusieurs types de plastiques). Les biofilms d’A. baumannii sont suspectés de jouer un rôle crucial dans l’acquisition d’infections (notamment urinaires et circulatoires) et l’apparition d’outbreaks au sein des établissement de soins ^47,48. 

Le réseau de distribution d’eau d’un hôpital représente également une source de contamination microbiologique non négligeable, le plus souvent avec des bactéries des genres Pseudomonas spp. et Legionella spp ⁴⁹. En 2012, huit patients d’un hôpital du Wisconsin ont contracté la légionellose en une période de temps assez courte (15 jours) après leur passage dans l’hôpital. L’investigation environnementale menée pour détecter la source de la contamination a révélé que les surfaces d’une fontaine d’eau décorative étaient largement colonisées par des bactéries du genre Legionella jusqu’à des niveaux excédant les 100.000 CFU/échantillon de surface. Une analyse plus approfondie a confirmé la présence de biofilm sur plusieurs composants de la fontaine ⁵⁰. Dans un autre hôpital en Irlande du Nord, la présence extensive de biofilms de P. aeruginosa a été identifiée sur la surface des robinets d’eau de distribution d’un département de pédiatrie néonatale. Ces biofilms représentent la source la plus probable de nombreux cas d’infections de nourrissons par P. aeruginosa, dont 4 ont été fatales ⁵¹. Ces deux exemples démontrent le rôle clé que joue le biofilm dans la persistance des bactéries pathogènes dans le réseau de distribution d’eau. En contact avec un biofilm, l’eau agit comme un vecteur important pour le transport et la transmission des germes vers le patient ^42,52.

Les dispositifs médicaux peuvent, eux aussi, être sujets à la contamination par des biofilms. Les standards actuels de nettoyage et de désinfection de haut niveau peuvent, même lorsque les recommandations sont scrupuleusement suivies, ne pas parvenir à éliminer complètement les biofilms. Ces biofilms ancrés à la surface des dispositifs médicaux deviennent alors des vecteurs de dissémination de micro-organismes potentiellement pathogènes. Par exemple, les tubes endotrachéaux utilisés pour assister la respiration des patients ont été incriminés pour la transmission de pathogènes responsables de pneumonies sévères, dites associées au ventilateur. Dans une majorité des cas, les germes causatifs des pneumonies contractées par les patients ont été retrouvés en biofilm sur les parois des tubes ^53,54. Une étude récente a démontré que les biofilms qui contaminent ces tubes sont multi-espèces, incluant des pathogènes reconnus comme P. aeruginosa, E. coli, K. pneumoniae mais également des espèces microbiennes dont la niche principale est la bouche. Ces dernières sont présumées ne pas jouer un rôle direct dans la pathogenèse mais agissent plutôt comme initiateurs de la formation d’un biofilm susceptible d’abriter les pathogènes susmentionnés ⁵⁵. 

Les biofilms sur les surfaces et les dispositifs médicaux non-implantables constituent d’importants réservoirs de pathogènes et pathogènes opportunistes, montrant une résilience accrue. Bien que le lien entre ces biofilms et les maladies nosocomiales soit moins bien documenté, une approche globale de prévention devrait inclure les biofilms comme un maillon de la dissémination et de la persistance des germes dans l’environnement hospitalier.

Le cas particulier des endoscopes dans la transmission de pathogènes de patients en patients

Parmi les dispositifs médicaux, les endoscopes attirent particulièrement l’attention de la communauté médicale et scientifique. Les « outbreaks » associés à l’utilisation d’endoscopes ne font plus figure d’exception, les cas d’infections qui ont pu être liés à l’utilisation d’endoscopes sont de plus en plus nombreux ⁵⁶. Les Centers for Disease Control (CDC) aux USA indiquent, dans les recommandations de 2008, que les endoscopes sont responsables de plus d’« outbreaks » d’infections en milieu hospitalier que tous les autres dispositifs médicaux ⁵⁷. Ce constat a été réitéré dans les « Multisociety guidelines on endoscope reprocessing » en 2016 ⁵⁸.

La formation de biofilms dans les lumens de ces instruments favorise grandement la persistance des pathogènes comme Klebsiella spp. et E. coli dans les gastroscopes, duodénoscopes et colonoscopes ainsi que de P. aeruginosa dans les bronchoscopes ^59,60. Les standards de désinfection actuels pourraient se révéler insuffisants pour éliminer complètement les biofilms, laissant ainsi place à l’accumulation de biomasse bactérienne. Au cours des cycles d’utilisation et de nettoyage et désinfection, le biofilm présent dans les endoscopes se développe sous une forme appelée « Buildup Biofilm », connue pour exhiber une tolérance accrue à la chimie utilisée pour désinfecter les endoscopes. Dans une étude datant de 2009, le Dr. M. Alfa démontrait déjà l’abondance de cette forme incrustée de biofilm, résistante à la désinfection, qui s’accroît de cycle en cycle dans un modèle in vitro ⁶¹. La difficulté majeure rencontrée par les équipes responsables de la désinfection des endoscopes est le manque de moyen pour établir un diagnostic fiable de la propreté microbiologique des dispositifs prêts à l’emploi ⁵⁶. En particulier, les méthodes actuelles de vérification de la contamination microbiologique des endoscopes ne sont pas adaptées pour mettre en évidence la présence de ce type de biofilms très incrustés et résistants tels que le « Buildup biofilm ». En effet, le prélèvement par solution stérile, actuellement considéré comme une des méthodes de référence ⁶², ne collecte qu’une partie du biofilm qui se décroche sous l’influence des forces de cisaillement de la solution stérile dans le lumen de l’endoscope. Ce protocole de référence actuel ne permet donc pas de mesurer l’état réel de contamination microbiologique des endoscopes mais a tendance à la sous-estimer.  

Encore récemment, deux cas mortels d’infection par des entérobactéries résistantes aux carbapénèmes (ERC) ont été liés à l’utilisation de duodénoscopes dans deux hôpitaux de Los Angeles. Ces incidents confirment la nécessité de prendre en compte la complexité des formes de contamination microbienne dans les endoscopes et d’adapter les standards de nettoyage et de désinfection en fonction. 

Quelles stratégies pour maîtriser la contamination par des biofilms ?

Lors de cette dernière décennie, la prise de conscience des risques associés à la présence de biofilm sur les surfaces hospitalières et sur les dispositifs médicaux a catalysé le développement de solutions adaptées à ce problème. La tendance principale, largement suivie, est d’insister sur une étape de nettoyage en profondeur avant d’appliquer des désinfectants, dont l’efficacité contre les biofilms est limitée ^63,64. Dans certains cas, les formulations nettoyantes combinées à un désinfectant, par exemple à base d’acide peracétique, ont un effet indésirable en fixant le biofilm et la matière organique sur la surface à nettoyer ⁶⁵. La fixation des contaminations sur des surfaces compromet l’efficacité du désinfectant en limitant son accès aux micro-organismes ⁶⁶. De nombreuses études relatent le développement de molécules possédant un pouvoir désinfectant supérieur contre les bactéries en biofilm. En particulier, des améliorations significatives ont été réalisées au niveau de la pénétration des molécules biocides au cœur des biofilms, par exemple via leur encapsulation dans des nanoparticules ⁶⁷. Ces dernières ont une charge neutre et un pouvoir de diffusion significativement plus élevé à travers le réseau de polymères de la matrice des biofilms bactériens.  Des approches combinatoires, mêlant plusieurs principes actifs avec un effet anti-biofilm et/ou anti-bactérien ont également montré des résultats prometteurs ⁶⁸. 

Malgré l’amélioration des formules désinfectantes, il est communément admis qu’une étape de nettoyage efficace est le meilleur  moyen de dégrader la matière organique incrustée et d’exposer les micro-organismes au désinfectant de manière optimale ⁶⁹. Certaines formulations détergentes à base d’enzymes répondent à ce critère en s’attaquant aux composants de la matrice extracellulaire des biofilms, provoquant une dissolution massive des biofilms. Des résultats récents de OneLife montrent la valeur ajoutée des complexes multi-enzymatiques spécifiques pour assurer une élimination efficace des biofilms en comparaison avec d’autres détergents (enzymatiques ou non).  

Sur des modèles de biofilms établis en laboratoire à partir de souches bactériennes pathogènes isolées aux Cliniques universitaires Saint-Luc (voir Tableau 1), la performance, en termes d’élimination des biofilms, de plusieurs détergents (voir Tableau 2) a été évaluées. Brièvement, les biofilms sont exposés durant 60 minutes à un détergent dosé selon les recommandations du fabricant dans une eau à 40°C sans agitation ni action mécanique. La biomasse résiduelle des biofilms est alors quantifiée par coloration et le pourcentage d’élimination du biofilm par rapport à un contrôle non-traité est établi. Ces résultats, publiés dans la revue Central Service en 2017, démontrent le spectre d’action large et l’efficacité supérieure du détergent multi-enzymatique de OneLife  au regard de produits concurrents (voir Figure 1).

Tableau 1 – Souches employées pour constituer des biofilms en laboratoire

Tableau 2 – Description des différents détergents utilisés 

Figure 1 – Pourcentages d’élimination des biofilms constitués en laboratoire par les différents détergents

Chaque forme géométrique est associé à une espèce bactérienne et chaque couleur à un type d’isolat : vert = isolat de référence (laboratoire) ; bleu et rouge : isolats cliniques. Les barres horizontales représentent les moyennes globales pour les 15 souches par détergent avec les intervalles de confiance à 95%.

Les détergents OneLife ont également été testés en conditions réelles pour le nettoyage manuel des endoscopes flexibles au CHU de Liège. L’enziMed® Prevent, détergent destiné au nettoyage quotidien et en routine des endoscopes après chaque procédure, a été comparé à un détergent concurrent (non-enzymatique, pré-désinfectant) au moyen d’une analyse de propreté avant/après nettoyage manuel des endoscopes à l’aide de la technique de l’ATP (mesure du niveau de souillure global). Les résultats qui seront publiés dans les semaines à venir, révèlent que l’utilisation de l’enziMed® Prevent apporte une plus-value à l’efficacité du nettoyage manuel, permettant d’arriver à un niveau de propreté supérieur avant l’étape de désinfection chimique des appareils à l’acide peracétique (voir Figure 2). Il est maintenant communément admis que la désinfection chimique ne peut être efficace à 100% que si elle est réalisée sur un dispositif médical propre. Tout résidu de souillure peut interférer avec la désinfection chimique et poser le risque de la présence microbiologique dans l’endoscope après désinfection. 

Figure 2 – Pourcentage d’endoscopes présentant un niveau de propreté satisfaisante (seuil de 50 RLU) après nettoyage manuel avec l’enziMed Prevent ou le détergent concurrent en fonction du type d’appareil. Les p-valeurs des tests de Chi-carré de comparaison sont indiqués au-dessus des histogrammes.

L’enziQure®, un détergent à vocation curative, a lui aussi été testé dans plusieurs dizaines de centres hospitaliers en Belgique et en France ayant identifié une contamination microbiologique persistante au sein d’un ou plusieurs de leurs endoscopes. Au moyen d’un protocole de nettoyage renforcé incluant l’enziQure® (60 min de trempage avec 3 étapes de brossage) suivi d’une désinfection habituelle en auto-laveur, plus de 90% des endoscopes traités ont pu être ramenés à un niveau de propreté microbiologique satisfaisante (selon les recommandations de qualité françaises de 2017).  

Conclusions

Les biofilms bactériens sont le résultat de l’évolution qui tend à favoriser les modes de vies résilients, résistants à de fortes pressions de l’environnement. Les biofilms représentent 90% du mode de vie bactérien dans la nature et colonisent l’environnement hospitalier, sur des surfaces inertes, dans le réseau d’eau et sur les dispositifs médicaux. Leur présence permet à des germes, parfois pathogènes, de résider durant de très longues périodes, allant jusqu’à plusieurs mois, sur des surfaces, formant ainsi des réservoirs. Ces derniers constituent des environnements favorables pour le transfert de gènes notamment de résistance aux antibiotiques.

L’importance du rôle des biofilms comme cause d’infections nosocomiales sur les dispositifs médicaux implantés a été clairement établi. Cependant, leur impact en tant que réservoir de germes pathogènes en hôpital, sur les surfaces inertes et dispositifs médicaux non-implantables, commence seulement à être réellement investigué. Les nombreux cas d’outbreaks aux ERC, Legionella ou Pseudomonas rapportés récemment indiquent que les biofilms peuvent être une source importante de contamination des patients. Par conséquent, il est crucial de s’attaquer aux biofilms bactériens pour réduire la persistance des pathogènes en milieu hospitalier. De par leur nature fondamentalement différente des bactéries planctoniques, les stratégies de lutte contre les biofilms doivent atteindre l’intégrité du biofilm, notamment sa matrice d’EPS.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier l’équipe d’hygiène hospitalière et de gastroentérologie du CHU de Liège ainsi que le Prof. Françoise Van Bambeke et le Dr. Wafi Siala du laboratoire de pharmacologie moléculaire et cellulaire du Louvain Drug Research Institute à l’UCL pour avoir contribué aux données qui sont présentées dans cet article. 

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70 L’auteur Thomas Van Vanzieleghem travaille également chez OneLife S.A., Avenue Albert Einstein 15, 1348 Louvain-la-Neuve